帳號:guest(3.14.129.106)          離開系統
字體大小: 字級放大   字級縮小   預設字形  

詳目顯示

以作者查詢圖書館館藏以作者查詢臺灣博碩士論文系統以作者查詢全國書目
作者(中文):余奕儒
作者(外文):Yu, Yi-Ju
論文名稱(中文):以步進式掃描時間解析傅立葉轉換紅外光譜術偵測苯基陸森紅酯(Roussin’s red benzyl ester) 在不同溶劑環境中之光解反應
論文名稱(外文):Photolyses of Roussin’s red benzyl ester in different solvents monitored with step-scan time-resolved Fourier-transform infrared spectroscopy
指導教授(中文):朱立岡
指導教授(外文):Chu, Li-Kang
口試委員(中文):陳益佳
尤禎祥
口試委員(外文):Chen, I-Chia
Yu, Jen-Shiang K
學位類別:碩士
校院名稱:國立清華大學
系所名稱:化學系
學號:104023501
出版年(民國):106
畢業學年度:105
語文別:中文
論文頁數:73
中文關鍵詞:步進式掃描時間解析傅立葉轉換紅外光譜術陸森紅酯溶劑配位作用光致釋放一氧化氮載體
外文關鍵詞:step-scan time-resolved Fourier-transform infrared spectroscopyRoussin’s red estercoordinationphoto-release NO donor
相關次數:
  • 推薦推薦:0
  • 點閱點閱:60
  • 評分評分:*****
  • 下載下載:14
  • 收藏收藏:0
吾人利用步進式時間解析紅外光譜儀量測Fe2(μ-SPh)2(NO)4在不同溶劑環境中以355 nm脈衝雷射激發之時間解析紅外差異吸收光譜。其溶劑組成分別為純環己烷(cHex)、環己烷與四氫呋喃體積比2:1 (cHex/THF=2/1)混合溶劑以及環己烷與二噁烷體積比2:1 (cHex/DX=2/1)混合溶劑。搭配密度泛函理論BP86方法與基底函數def2-TZVP計算相關物種中屬於一氧化氮的振動波數與紅外吸收強度,吾人得以指認Fe2(μ-SPh)2(NO)4在不同溶液中的光解中間物。在光照瞬間使起始物消逝並造成在1785與1760 cm-1負值差異吸收峰,且產生光解中間物及其差異吸收峰的貢獻則依溶劑環境而不同。在純環己烷中,吾人由在1805 cm-1的正值吸收峰指認為Fe2(μ-SPh)2(NO)3的生成;在cHex/THF=2/1混合溶劑中,透過在1738與1717 cm-1正值差異吸收峰指認溶劑配位的中間物Fe2(μ-SPh)2(NO)3(THF);在cHex/DX=2/1混合溶劑,類似正值差異吸收峰在1740與1718 cm-1則可指認為Fe2(μ-SPh)2(NO)3(DX)。在不同溶劑中觀察到不同光解中間物可指出溶劑的功能不同:環己烷屬於弱作用力溶劑只以溶劑化穩定中間物,而四氫呋喃與二噁烷具有提供電子對的氧原子,故能夠配位到Fe2(μ-SPh)2(NO)4釋出NO後產生的空位形成溶劑配位的中間物。吾人的研究除了解陸森紅酯(Roussin’s red ester,Fe2(μ-SR)2(NO)4)這類光致釋放一氧化氮載體的光化學反應,另一方面說明由溶劑結構預測溶劑以溶解化或配位作用穩定光解中間物,並能夠協助預測有機光化學反應的機制。
Photolysis of Roussin's red benzyl ester, Fe2(μ-SPh)2(NO)4, upon exposure to 355 nm pulsed laser in different solvents, including cyclohexane (cHex), tetrahydrofuran (THF), and 1,4-dioxane (DX), was monitored with time-resolved step-scan Fourier-transform infrared spectrometer. Coupled with the predictions by density functional theory BP86 with the basis set def2-TZVP, we are able to differentiate the nitric oxide (NO) associated vibrational wavenumbers of these photolyzed transient intermediates. The pulsed excitation results in an instantaneous bleaching of Fe2(μ-SPh)2(NO)4 at 1785 and 1760 cm–1, followed by different cascading intermediates when the solvents are changed. In cyclohexane, Fe2(μ-SPh)2(NO)3 can be partially characterized at 1805 cm–1 which is not overlapped with the parent depletion. In binary solvent of cHex/THF=2/1, however, two redshifted un-overlapped bands at 1738 and 1717 cm–1 were observed and assigned to the THF-coordinated species, Fe2(μ-SPh)2(NO)3(THF). In cHex/DX=2/1, two bands of Fe2(μ-SPh)2(NO)3(DX) at 1740 and 1718 cm–1 were observed. The different transient intermediates upon excitation of the same precursor in different solvents suggested the intrinsic coordination capability of solvents. Cyclohexane can be treated as non-strongly interactive medium to solvate the transient species, whereas THF and DX which contain lone pair electrons can serve as electron donor to occupy the vacancy due to the loss of NO. To summarize our work, we provide the direct evidence to treat the solvents as a part of reactants which are able to coordinate the intermediates in different configurations in the photolysis of Roussin’s red esters (Fe2(μ-SR)2(NO)4). Moreover, our observation provides the predictable selectivity in the photo-organic synthesis. On the other hand, the photochemistry of Roussin’s red esters and the photo-release nitric oxide carriers are better understood.
目錄
第一章 緒論 1
1.1 一氧化氮的重要性 1
1.1.1一氧化氮生成方式 1
1.1.2 一氧化氮影響之生理功能 2
1.2 光致釋放一氧化氮載體 3
1.2.1 不含金屬類光致釋放一氧化氮載體 3
1.2.2 含金屬類光致釋放一氧化氮載體 3
1.2.3亞硝基鐵硫錯合物與陸森紅酯(Roussin’s red ester) 4
1.3 溶劑作用 5
1.3.1 溶劑化(solvation) 5
1.3.2 配位作用(coordination) 6
1.4 實驗動機 7
參考文獻 13
第二章 光譜技術原理、實驗樣品製備及實驗系統架設 17
2.1 傅立葉轉換紅外光譜儀(Fourier-transform infrared spectrometer, FTIR) 17
2.1.1 麥克森干涉儀(Michelson interferometer) 17
2.1.2 單色光干涉與多色光干涉 18
2.1.3 餘弦傅立葉轉換(Cosine Fourier transform) 19
2.1.4光程差的限制與影響 19
2.1.5 相位誤差 (phase error)與相位校正 (phase correction) 21
2.1.6 連續掃描模式之取樣方式 23
2.2 步進式掃描時間解析傅立葉轉換紅外光譜術 (Step-Scan time-resolved FTIR spectroscopy) 24
2.2.1 工作原理 24
2.2.2 跳點取樣(Undersampling) 25
2.2.3 AC與DC耦合數據擷取 26
2.3 實驗樣品製備 27
2.3.1 樣品合成 27
2.3.2 樣品溶液製備 27
2.4 實驗系統架設 28
2.4.1 靜態紫外可見光吸收光譜儀 28
2.4.2 靜態傅立葉轉換紅外光譜儀 28
2.4.3 雷射激發系統 29
2.4.4 樣品推進系統 29
2.4.5步進式掃描時間解析傅立葉轉換紅外光譜儀 29
參考文獻 44
第三章 理論計算 45
參考資料 46
第四章 結果與討論 47
4.1靜態紫外/可見光與紅外吸收光譜 47
4.2 在不同溶劑環境中之時間解析紅外差異吸收光譜與理論計算分析 49
4.2.1 Fe2(-SPh)2(NO)4於環己烷(Cyclohexane,cHex)中之光解反應 50
4.2.2 Fe2(-SPh)2(NO)4於環己烷/四氫呋喃(Tetrahydrofuran,THF)=2:1中之光解反應 51
4.2.3 Fe2(-SPh)2(NO)4於環己烷/二噁烷(Dioxane,DX)=2:1中之光解反應 52
參考文獻 72
第五章 結論 73
附錄 A-1
A-1步進式掃描模式參數設定 A-1
A-2 理論計算結果補充 A-2

圖目錄
圖1-1 非金屬類一氧化氮載體分子結構圖與光解反應示意圖 8
圖1-2 CrONO類型之一氧化氮載體分子結構圖與光解反應示意圖 9
圖1-3 亞硝基釕錯合物之分子結構圖與光解反應示意圖 10
圖1-4 亞硝基鐵硫錯合物RBS、RRS與RRE分子結構圖 11
圖1-5 受近紅外光激發釋放一氧化氮之RRE分子結構圖 12
圖2-1 麥克森干涉儀(Michelson interferometer)構造示意圖 31
圖2-2 不同光源之干涉譜與其對應之頻域光譜:(a) 單色光源;(b) 雙色光源;(c) 連續光源。 32
圖2-3在有限光程差L下單色波數經傅立葉轉換後之頻寬變化示意圖 33
圖2-4 干涉譜之取樣示意圖 34
圖2-5 氦氖雷射干涉譜之零交叉點(zero-crossing point)示意圖 35
圖2-6 步進式掃描模式數據擷取、重組及傅立葉轉換示意圖。 36
圖2-7鏡像訊號混疊示意圖。 37
圖2-8 AC與DC耦合訊號處理為時間解析差異吸收光譜流程示意圖。 38
圖2-9 靜態紫外可見光吸收光譜儀架設示意圖 39
圖2-10濾光片及溶劑定義之紅外光譜圖 40
圖2-11 步進式時間解析紅外吸收光譜儀以355 nm光解系統架設與訊號連接示意圖 41
圖4-1 Fe2(-SPh)2(NO)4在三種溶劑環境下之歸一化靜態(a)紫外/可見光及(b)紅外光吸收光譜圖 54
圖4-2 以355 nm脈衝雷射連續照射Fe2(-SPh)2(NO)4 20、40及60秒之靜態紫外/可見光吸收光譜在(a)環己烷溶劑、(b)環己烷/四氫呋喃=2/1混合溶劑及(c)環己烷/二噁烷=2/1混合溶劑。其相對於光照前之差異吸收光譜分別為(d)、(e)及(f)。 55
圖4-3 Fe2(-SPh)2(NO)4其架橋硫上取代基順式(左)與反式(右)異構物分子結構圖。 56
圖4-4 以355 nm脈衝雷射連續照射Fe2(-SPh)2(NO)4數秒之靜態紅外吸收光譜在(a)環己烷、(b)環己烷/四氫呋喃混合溶劑及(c)環己烷/二噁烷混合溶劑。其相對於光照前之差異吸收光譜分別為(d)、(e)及(f)。 57
圖4-5 Fe2(-SPh)2(NO)4在(a)環己烷、(b)環己烷/四氫呋喃混合溶劑及(c)環己烷/二噁烷混合溶劑中以355 nm脈衝雷射激發之時間解析紅外差異吸收光譜以色標等值圖(color contour) 58
圖4-6 NO相關物種之分子結構圖 59
圖4-7 Fe2(-SPh)2(NO)4在環己烷中不同區間(40-70 μs、270-300 μs及970-1000 μs)平均之差異吸收光譜與BP86計算可能光解中間物振動波數之長條圖 60
圖4-8 Fe2(-SPh)2(NO)4在環己烷/四氫呋喃混合溶劑中不同區間(10-40 μs、70-100 μs及970-1000 μs)之平均差異吸收光譜與BP86計算可能光解中間物振動波數之長條圖 61
圖4-9 Fe2(-SPh)2(NO)4在環己烷/二噁烷混合溶劑中不同區間(10-40 μs、70-100 μs及970-1000 μs)平均之差異吸收光譜與BP86計算可能光解中間物振動波數之長條圖 62
圖4-10 BP86計算順式與反式Fe2(-SPh)2(NO)4的四種NO振動模態。 63
圖4-11 BP86計算光解中間物Fe2(-SPh)2(NO)3、Fe2(-SPh)2(NO)3(THF)及Fe2(-SPh)2(NO)3(DX)的NO振動模態。 64
圖4-12 時間解析差吸收光譜(a)在cHex/THF=2/1混合溶劑中1738與1717 cm-1差異吸收峰(b)在cHex/DX=2/1混合溶劑中1740與1718 cm-1差異吸收峰之規一化時間側寫圖。 65
圖A-1 以BP86計算順式與反式Fe2(-SPh)2(NO)4最佳化結構之鍵長與鍵角 A-3
圖A-2 以BP86計算光解中間物Fe2(-SPh)2(NO)3、Fe2(-SPh)2(NO)3(THF)及Fe2(-SPh)2(NO)3(DX)最佳化結構之NO鍵長。 A-4

表目錄
表2-1 常用削足函數(apodization function)與傅立葉轉換之頻域函數(instrument function)列表 42
表2-2 不同跳點數所能正確描述的光區範圍及區間 43
表4-1 以BP86計算在真空、環己烷、四氫呋喃及二噁烷中順式與反式Fe2(-SPh)2(NO)4最佳結構之能量大小以及在室溫下(298.15 K)波茲曼分布比例之列表 66
表4-2 以BP86計算反式Fe2(-SPh)2(NO)4在不同溶劑中NO相關振動頻率並與靜態紅外吸收光譜比較之列表 67
表4-3 以BP86計算在真空環境下NO相關物種的振動波數並對照在環己烷溶劑中的光解中間物之列表 68
表4-4 以BP86計算在真空環境下含有THF之NO相關物種之振動波數並對照在環己烷/四氫呋喃混合溶劑的光解中間物之列表 69
表4-5 以BP86計算在真空環境下含有DX及NO相關物種之振動並對照在環己烷/二噁烷混合溶劑的光解中間物之列表 70
表4-6以BP86計算在環己烷溶劑中三種Fe2(-SPh)2(NO)2構型最佳結構之能量以及在室溫下(298.15 K)波茲曼分布比例之列表 71
表A-1 不同重態與電子自旋對稱狀態之順式與反式Fe2(-SPh)2(NO)4之最佳化結構之能量大小、鐵鐵金屬鍵長、鐵的電子自旋大小及NO相關振動頻率。 A-5
表A-2 在環己烷中推測光解中間物其不同重態與電子自旋對稱狀態之最佳化結構之能量大小、鐵鐵金屬鍵長、鐵的電子自旋大小及NO相關振動頻率。 A-6
表A-3 在環己烷/四氫呋喃=2/1中推測光解中間物其不同重態與電子自旋對稱狀態之最佳化結構之能量大小、鐵鐵金屬鍵長、鐵的電子自旋大小及NO相關振動頻率。 A-7
表A-4 在環己烷/二噁烷=2/1中推測光解中間物其不同重態與電子自旋對稱狀態之最佳化結構之能量大小、鐵鐵金屬鍵長、鐵的電子自旋大小及NO相關振動頻率。 A-8
第一章
[1] Culotta, E.; Koshland, D. E. J. Science 1992, 258, 1862-1864.
[2] "Physiology or Medicine for 1998 - Press Release". Nobelprize.org. http://www.nobelprize.org/nobel_prizes/medicine/laureates/1998/press.html.
[3] Förstermann, U.; Sessa, W. C. Eur. Heart J. 2012, 33, 829-837.
[4] Nava-Ruiz C.; Méndez-Armenta M.; Ríos C. J. Mol. Hist. 2012, 43, 553-563.
[5] Wang, Y.; Zhou, Z.; Leylek, T.; Tan, H.; Sun, Y.; Parkinson, F. E.; Wang, J.-F. Neuroscience 2015, 311, 374-381.
[6] Reeves, S. R.; Simakajornboon, N.; Gozal, D. Respir. Physiol. Neurobiol. 2008, 164, 143-150.
[7] Jaffrey, S. R.; Snyder, S. H. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 1995, 11, 417-440.
[8] Lei, S.Z.; Pan, Z.-H.; Aggarwal, S. K.; Chen, H.-S. V.; Hartman, J.; Sucher, N. J.; Lipton, S. A. Neuron 1992, 8, 1087-1099.
[9] Bogdan, C. Trends Immunol. 2015, 36, 161-178.
[10] Bronte, V.; Serafini, P.; Mazzoni, A.; Segal, D. M.; Zanovello, P. Trends Immunol. 2003, 24, 301-305.
[11] Bogdan, C. Nat. Immunol. 2001, 2, 970-916.
[12] Bruckdorfer, R. Mol. Aspects Med. 2005, 26, 3-31.
[13] Ignarro, L. J. Angew. Chem. Int. Ed. 1999, 98, 1882-1892.
[14] Iyer, A. K. V.; Rojanasakul Y.; Azad, N. Nitric Oxide 2014, 42, 9-18.
[15] Ushmorov, A.; Ratter, F.; Lehmann, V.; Dröge, W.; Schirrmacher, V.; Umansky, V. Blood 1999, 93, 2342-2352.
[16] Fukumura, D.; Kashiwagi, S.; Jain, R. K. Nat. Rev. Cancer 2006, 6, 521-534.
[17] Xu, W.; Liu, L. Z.; Loizidou, M.; Ahmed, M.; Charles, I. G Cell Res. 2002, 12, 311-320.
[18] Katusic, Z. S. Circ. Res. 2007, 101, 640-641.
[19] Herrera, M. D.; Mingorance, C. Rodríguez-Rodríguez R.; Alvarez de Sotomayor, M. Ageing Res. Rev. 2010, 9, 142-152.
[20] Ridnour, L. A.; Thomas, D. D.; Switzer, C.; Flores-Santana, W.; Isenberg, J. S.; Ambs, S.; Roberts, D. D.; Wink, D. A. Nitric Oxide 2008, 19, 73-76.
[21] Thomas, D. D.; Espey, M. G.; Ridnour, L. A.; Hofseth, L. J.; Mancardi, D.; Harris, C. C.; Wink, D. A. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2004, 101, 8894-8899.
[22] Kumar. S.; Singh, R. K.; Bhardwaj, T.R. Biomed. Pharmacother. 2017, 85, 182-201.
[23] Kao, P.-T.; Lee, I-J.; Liau I; Yeh, C.-S. Chem. Sci. 2017, 8, 291-297.
[24] Sortino, S. Chem. Soc. Rev. 2010, 39, 2903-2913.
[25] Riccio, D. A.; Schoenfisch, M. H. Chem. Soc. Rev. 2012, 41, 3731-3714.
[26] Pavlos, C. M.; Xu, Hua; Toscano, J. P. Free Radic. Biol. Med. 2004, 37, 745-752.
[27] Frost, M. C.; Reynolds, M. M.; Meyerhoff, M. E. Biomaterials 2005, 26, 1685-1693.
[28] Horinouchi, T.; Nakagawa, H.; Suzuki, T.; Fukuhara, K.; Miyata, N. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2011, 21, 2000-2002.
[29] Ieda, N.; Hotta, Y.; Miyata, N.; Kimura, K.; Nakagawa, H. J. Am. Chem. Soc. 2014, 136, 7085-7091.
[30] Zhang, Z.; Wu, J.; Shang, Z.; Wang, C.; Cheng, J.; Qian, X.; Xiao, Y.; Xu, Z.; Yang, Y. Anal. Chem. 2016, 88, 7274-7280.
[31] Pierri, A. E.; Muizzi, D. A.; Ostrowski, A. D.; Ford, P. C. Struct. Bond 2015, 165, 1-46.
[32] Ford, P. C. Nitric Oxide 2013, 34, 56-64.
[33] Ostrowski, A. D.; Absalonson, R. O.; De Leo, M. A.; Wu, G.; Pavlovich, J. G.; Adamson, J.; Azhar, B.; Iretskii, A. V.; Megson, I. L.; Ford, P. C. Inorg. Chem. 2011, 50, 4453-4462.
[34] DeRosa, F.; Bu, X.; Ford, P. C. Inorg. Chem. 2005, 44, 4157-4165.
[35] Oliveira F. S.; Ferreira, K. Q.; Bonaventura, D.; Bendhack, L. M.; Tedesco, A. C.; Machado, S. P.; Tfouni, E.; da Silva, R. S. J. Inorg. Biochem. 2007, 101, 313-320.
[36] Bordini, J.; Hughes, D. L.; Neto, J. D. D.; da Cunha, C. J. Inorg. Chem. 2002, 41, 5410-5416.
[37] Bourassa, J.; DeGraff, W.; Kudo, S.; Wink, D. A.; Mitchell, J. B.; Ford, P. C. J. Am. Chem. Soc. 1997, 119, 2853-2860.
[38] Reddy, D.; Lancaster Jr. J. R.; Cornforth, D. P. Science 1983, 221, 769-770.
[39] Harrop, T. C.; Tonzetich, Z. J.; Reisner, E.; Lippard, S. J. J. Am. Chem. Soc. 2008, 130, 15602-15610.
[40] Yukl, E. T.; Elbaz, M. A.; Nakano, M. M.; Moёnne-Loccoz, P. Biochemistry 2008, 47, 13084-13092.
[41] Tinberg, C. E.; Tonzetich, Z. J.; Wang. H.; Do, L. H.; Yoda, Y.; Cramer, S. P.; Lippard, S. J. J. Am. Chem. Soc. 2010, 132, 18168-18176.
[42] Crack, J. C.; Green, J.; Thomson, A. J.; Le Brun, N. E. Acc. Chem. Res. 2014, 47, 3196-3205.
[43] Conrado, C. L.; Bourassa, J. L.; Egler, C.; Wecksler, S.; Ford, P. C. Inorg. Chem. 2003, 42, 2288-2293.
[44] Wecksler, S.; Mikhailovsky, A.; Ford, P. C. J. Am. Chem. Soc. 2004, 126, 13566-13567.
[45] Wecksler, S. R.; Mikhailovsky, A.; Korystov, D.; Buller, F.; Kannan, R.; Tan, L.-S.; Ford, P. C. Inorg. Chem. 2007, 46, 395-402.
[46] Chen, Y.-J.; Ku, W.-C.; Feng, L.-T.; Tsai, M.-L.; Hsieh, C.-H.; Hsu, W.-H.; Liaw, W.-F.; Hung, C.-H.; Chen, Y.-J. J. Am. Chem. Soc. 2008, 130, 10929-10938.
[47] Reichardt, C. Org. Process Res. Dev. 2007, 11, 105-113.
[48] Lakovicz, J. R. Principles of Fluorescence Spectroscopy, 3rd.; Springer, 2006.
[49] Gemeda, F. T. Chem. Sci. Int. J. 2017, 18, 1-12.
[50] Cook, G.; Feltman, P. M. J. Chem. Educ. 2007, 84, 1827-1829.
[51] Church, S. P.; Grevels, F.-W.; Hermann, H.; Schaffner, K. Inorg. Chem. 1985, 24, 418-422.
[52] Portius, P.; Yang, J.; Sun, X.-Z.; Grills, D. C.; Matousek, P.; Parker, A. W.; Towrie, M.; George, M. W. J. Am. Chem. Soc. 2004, 126, 10713-10720.
[53] Gittermann, S. M.; Letterman, R. G.; Jiao, T.; Leu, G.-L.; DeYonker, N. J.; Webster, C. E.; Burkey, T. J. J. Phys. Chem. A 2011, 115, 9004-9013.
[54] Mallat, T.; Baiker, A. Catal. Sci. Technol. 2011, 1, 1572-1583.
[55] Maphoru, M. V.; Heveling, J.; Pillai, S. K. Eur. J. Org. Chem. 2016, 331-337.
[56] Rood, J. A.; Landis, A. M.; Forster, D. R.; Goldkamp, T.; Oliver, A. G. Acta Cryst. 2016, 72, 990-996.
[57] Hermann, H.; Grevels, F.-W.; Henne, A.; Schaffner, K. J. Phys. Chem. 1982, 86, 5151-5154.
[58] Manton, J. C.; Amirjalayer, S.; Coleman, A. C.; McMahon, S.; Harvey, E. C.; Greetham, G. M.; Clark, I. P.; Buma, W. J.; Woutersen, S.; Pryce, M. T.; Long, C. Dalton Trans. 2014, 43, 17797-17805.
[59] Mori, S.; Takubo, M.; Yanase, T.; Maegawa, T.; Monguchi, Y.; Sajiki, H. Adv. Synth. Catal. 2010, 352, 1630-1634.
[60] Ngan, N. K.; Lo, K. M.; Wong, C. S. R. Polyhedron 2011, 30, 2922-2932.
[61] Pereira, J. C. M.; Iretskii, A. V.; Han, R.-M.; Ford, P. C. J. Am. Chem. Soc. 2015, 137, 328-336.
第二章
[1] Bernath, P. F. Encyclopedia of Analytical Science, 2nd.: Fourier Transform Techniques; Elsevier, 2005.
[2] Wartewig, S. IR and Raman Spectroscopy: Fundamental Processing; Wiley-VCH, 2005.
[3] Kauppinen, J.; Partanen, J. Fourier Transform in Spectroscopy; Wiley-VCH, 2011.
[4] Griffiths, P. R.; Haseth, J. A. Fourier Transform Infrared Spectroscopy, 2nd.; Wiley, 2007.
[5] Fellgett, P. B. J. Phys. Radium 1958, 19, 187-191.
[6] Jacquinot, P. Rep. Progr. Phys. 1960, 23, 267-312.
[7] Connes, J.; Connes, P. J. Opt. Soc. Am. 1966, 56, 896-910.
[8] Chu, L.-K.; Lee, Y.-P. Instruments Today 2009, 31, 27-35.
[9] Mertz, L. Transformations in Optics; Wiley, 1965.
[10] Mertz, L. Infrared Phys. 1967, 7, 17-23.
[11] Jiang, E. Y. Advanced FT-IR Spectroscopy; Thermo Electron Corporation, 2003.
[12] Uhmann, W.; Becker, A.; Taran, C.; Siebert, F. Appl. Spectrosc. 1991, 45, 390-397.
[13] Hartland, G. V.; Qin, D.; Dai, H.-L. J. Chem. Phys. 1994, 100, 7832.
[14] Yeh, P.-S.; Leu, G.-H.; Lee, Y.-P.; Chen, I.-C. J. Chem. Phys. 1995, 103, 4879.
[15] Hu, X.; Frei, H.; Spiro, T. G. Biochemistry 1996, 35, 13001-13005.
[16] Huang, C.-Y.; Getahun, Z.; Wang, T.; DeGrado, W. F.; Gai, F. J. Am. Chem. Soc. 2001, 123, 12111-12112.
[17] Vasenkov, S.; Frei, H. J. Phys. Chem. A 2000, 104, 4327-4332.
[18] Hung, M.-C.; Tsai, M.-C.; Lee, G.-H.; Liaw, W.-F. Inorg. Chem., 2006, 45, 6041-6047.
[19] Lo, F.-C.; Li, Y.-W.; Hsu, I.-J.; Chen, C.-H.; Liaw, W.-F. Inorg. Chem., 2014, 53, 10881-10892.
[20] Weisstein, Eric W. "Apodization Function." From MathWorld--A Wolfram Web Resource. http://mathworld.wolfram.com/ApodizationFunction.html.
第三章
[1] Becke, A. D. Phys. Rev. A 1988, 38, 3098-3100.
[2] Perdew, J. P. Phys. Rev. B 1986, 33, 8822.
[3] Feller, D. J. Comput. Chem. 1996, 17, 1571-1586.
[4] Schuchardt, K. L.; Didier, B. T.; Elsethagen, T.; Sun, L.; Gurumoorthi, V.; Chase, J.; Li, J.; Windus, T. L. J. Chem. Inf. Model. 2007, 47, 1045-1052.
[5] Weigend, F.; Ahlrichs, R. Phys. Chem. Chem. Phys. 2005, 7, 3297-3305.
[6] Dunlap, B. I. J. Chem. Phys. 1983, 78, 3140-3142.
[7] Dunlap, B. I. J. Mol. Struct. 2000, 529, 37-40.
[8] Weigend, F. Phys. Chem. Chem. Phys. 2006, 8, 1057-1065.
[9] Bauernschmitt, R.; Ahlrichs R. J. Chem. Phys. 1996, 104, 9047-9052.
[10] Schlegel, H. B.; McDouall J. J. Computational Advances in Organic Chemistry: Molecular Structure and Reactivity, Ed. Ögretir C.; Csizmadia I. G.; Kluwer Academic, The Netherlands, 1991, 167-185.
[11] Gaussian 09, Revision E.01, Frisch, M. J.; Trucks, G. W.; Schlegel, H. B.; Scuseria, G. E.; Robb, M. A.; Cheeseman, J. R.; Scalmani, G.; Barone, V.; Petersson, G. A.; Nakatsuji, H.; Li, X.; Caricato, M.; Marenich, A.; Bloino, J.; Janesko, B. G.; Gomperts, R.; Mennucci, B.; Hratchian, H. P.; Ortiz, J. V.; Izmaylov, A. F.; Sonnenberg, J. L.; Williams-Young, D.; Ding, F.; Lipparini, F.; Egidi, F.; Goings, J.; Peng, B.; Petrone, A.; Henderson, T.; Ranasinghe, D.; Zakrzewski, V. G.; Gao, J.; Rega, N.; Zheng, G.; Liang, W.; Hada, M.; Ehara, M.; Toyota, K.; Fukuda, R.; Hasegawa, J.; Ishida, M.; Nakajima, T.; Honda, Y.; Kitao, O.; Nakai, H.; Vreven, T.; Throssell, K.; Montgomery Jr., J. A.; Peralta, J. E.; Ogliaro, F.; Bearpark, M.; Heyd, J. J.; Brothers, E.; Kudin, K. N.; Staroverov, V. N.; Keith, T.; Kobayashi, R.; Normand, J.; Raghavachari, K.; Rendell, A.; Burant, J. C.; Iyengar, S. S.; Tomasi, J.; Cossi, M.; Millam, J. M.; Klene, M.; Adamo, C.; Cammi, R.; Ochterski, J. W.; Martin, R. L.; Morokuma, K.; Farkas, O.; Foresman, J. B.; Fox, D. J. Gaussian, Inc., Wallingford CT, 2016.
第四章
[1] Jaworska, M.; Stasicka, Z. New J. Chem. 2005, 29, 604-612.
[2] Lu, T.-T.; Lai, S.-H.; Li, Y.-W; Hsu, I-J.; Jang, L.-Y.; Lee, J.-F.; Chen I-C.; Liaw, W.-F. Inorg. Chem. 2011, 50, 5396-5406.
[3] Conrado, C. L.; Bourassa, J. L.; Egler, C.; Wecksler, S.; Ford, P. C. Inorg. Chem. 2003, 42, 2288-2293.
[4] Paur-Afshari, R.; Lin, J.; Schultz, R. H. Organometallics 2000, 19 1682-1691.
[5] Chiang, C.-Y.; Miller M. L.; Reibenspies, J. H.; Darensbourg, M. Y. J. Am. Chem. Soc. 2004, 126, 10867-10874.
 
 
 
 
第一頁 上一頁 下一頁 最後一頁 top

相關論文

1. 界面活性劑對紫膜及細菌視紫質結構的影響
2. 在不同pH值下細菌視紫質光迴圈反應M態生成量子產率的激發波長相依性
3. 細菌視紫質受脈衝光源誘發之光電流動力學與環境pH值相依性
4. 嗜鹽古細菌H. marismortui之雙細菌視紫質系統的光化學反應-HmbRI與HmbRII
5. 以時間解析紅外差異吸收光譜法結合數學的相關性分析方法研究細菌視紫質光迴圈的質子傳遞過程與結構變化
6. 利用色胺酸作為螢光溫度計 定量金奈米粒子之光熱轉換效率
7. 藉由瞬態事件組合法擬合穩態現象並應用於細菌視紫質之光誘發質子幫浦反應
8. I. 奈米碟中脂質對細菌視紫質光迴圈動力學之調制 II. 截斷格點法對於量子波包動力學之應用
9. I. Xanthorhodopsin於可見光區的光迴圈效率與波長之相依性研究 II. 從動力學與熱力學觀點探討紫膜中細菌視紫質暗適應過程之溶劑同位素效應
10. 以步進式掃描傅氏轉換光譜儀 研究光激發金奈米粒子之瞬態紅外放光
11. 利用具空間及時間解析能力的螢光溫度計偵測金奈米棒溶液之光熱過程
12. 以二氧化矽包覆之金奈米棒光熱轉換作為溫度躍升法搭配共軛焦螢光系統研究牛血清白蛋白之去摺疊過程
13. 以聚脯胺酸調控色胺酸與金奈米粒子之距離探討螢光淬熄效應
14. 以時間相關單光子計數系統與圓二色光譜法研究聚脯胺酸鏈長對於色胺酸對的螢光及光學活性之影響
15. 以步進式掃描傅立葉轉換紅外光譜儀研究不同表面修飾金奈米棒經光激發後之輻射冷卻過程
 
* *